Nos travaux sur la plasticité du tissu musculaire adulte et les mécanismes moléculaires participant à l’homéostasie musculaire nous ont permis de mettre en évidence un rôle nouveau pour la sous-unité 1 du canal Ca2+ lent (DHPR) connu de longue date comme étant un partenaire clé du continuum fonctionnel «excitation-contraction» au niveau des triades des fibres musculaires squelettiques. Nos travaux montrent en effet qu’une sous-population de DHPR, localisée sur le sarcolemme, serait le voltage sensor d’une machinerie contrôlant la balance anabolique-catabolique du muscle. Nous suspectons que cette machinerie est en lien avec la signalisation myostatine, un facteur de croissance négatif du muscle de la famille des TGF-, dont l’invalidation conduit à un surdéveloppement musculaire.  L’identification de moyens pharmacologiques agissant sur DHPR ou la voie myostatine ouvrent des perspectives thérapeutiques très prometteuses que nous évaluons dans différents paradigmes expérimentaux.

L’équipe travaille également à l’élaboration de techniques de « chirurgie de l’ARNm » pour réhabiliter ou invalider des gènes mutés ou pathogènes. Notre système modèle est la myopathie de Duchenne (DMD), mais d’autres conditions pathologiques s’avèrent pertinentes pour ces stratégies. La dystrophine, avec sa structure modulaire, et notamment son domaine central constitué de 24 répétitions de motifs de type spectrine, est une protéine tolérant l’ablation de certaines régions internes pourvu que la phase de la séquence codante finale soit préservée. Compte-tenu de l’organisation des 79 exons du gène DMD, on conçoit qu’une phase abolie par une mutation (délétion ou mutation ponctuelle) puisse être rétablie par l’exclusion d’un ou plusieurs exons si la phase locale s’y prête. C’est ce qu’on appelle le saut d’exon thérapeutique. Ces sauts d’exon sont réalisés au cours du processus d’épissage et peuvent être induits par des oligonucléotides antisens, complémentaires de séquences-clés qui président à la définition de l’épissage du transcrit primaire. Le succès de la stratégie tient à la nature des antisens employés : oligonucléotides synthétiques qu’il faut administrer périodiquement ou antisens naturels introduits par les techniques de thérapie génique afin d’en assurer la synthèse continue et de pérenniser l’effet thérapeutique. Nous avons choisi de camoufler nos séquences antisens dans un petit ARN nucléaire naturel, le snRNA U7 que nous avons optimisé pour être adressé aux sites où se passe l’épissage des ARNm. L’avantage du système U7 est qu’il peut être vectorisé dans des vecteurs AAV ciblant les fibres musculaires matures et/ou des lentivecteurs appropriés à l’ingénierie des cellules souches.

Après des essais concluant sur le modèle murin mdx et le modèle canin GRMD (perfusion membre isolé), nous concentrons nos efforts à la mise au point d’un traitement systémique « corps entier » dans des modèles animaux de grande taille mimant les contraintes de la situation humaine.

 

A travers des collaborations avec différents groupes et dans le cadre de projets nationaux et européens, nous transférons notre approche de chirurgie de l’ARNm (exclusion/inclusion d’exons) à d’autres modèles pathologiques :

Enfin, nombre de conditions pathologiques échappant aux pré-requis « exclusion/inclusion d’exons), nous développons une stratégie plus universelle de réparation de l’ARNm, dite de «trans-épissage», où l’exon muté serait remplacé par sa version normale. Cette approche permettrait également de réintroduire des exons manquants dans le cas de grandes délétions.
Des résultats préliminaires en culture de cellules et sur le modèle mdx confirment l’intérêt de cette approche. De nombreuses collaborations sont également engagées.